Der Entnahmeort sollte möglichst am Ort des Infektionsgeschehens liegen.
Kontamination des Probenmaterials mit Keimen der Standortflora und aus der Umwelt sind zu vermeiden, da die Anwesenheit von Standortflora zu Interpretationsschwierigkeiten führen kann.
Kontakt des Probenmaterials mit Antiseptika und Desinfizientien vermeiden.
Ausreichende Probenvolumina entnehmen, um falsch negative Befunde zu vermeiden.
Der Entnahmezeitpunkt sollte vor Beginn einer antimikrobiellen Therapie liegen, um falsch negative Befunde zu vermeiden; eine lebensrettende Therapie hat allerdings Vorrang und sollte nicht verhindert werden.
Proben und Begleitscheine exakt kennzeichnen: Name, Vorname, Geburtsdatum Adresse oder Station des Patienten,
gewünschte Untersuchung, Infektlokalisation (Wundabstrich ist zu pauschal), Verdachtsdiagnose (z.B. Tierbiss), anamnestische Hinweise (z.B. Reiseanamnese), vorherige oder laufende antibiotische Therapie, Immunstatus (Neutropenie), Datum, Uhrzeit der Entnahme des Untersuchungsmaterials, Telefonnummer über die der Befund notfalls mitgeteilt werden kann.
Alle Proben umgehend dem Labor übergeben (optimal innerhalb von 2 h, nicht länger las 24 h) und falls dies nicht möglich ist, für eine sachgerechte Zwischenlagerung Sorge tragen.
Alle Materialien sind grundsätzlich als infektiös zu betrachten; sie müssen in sterile, dicht verschließbare und auslaufsichere Gefäße gegeben werden; der Verdacht auf Erreger mit einem hohen Infektionspotential (Brucellen, außereuropäische Pilze) müssen wegen der Gefahr der Laborinfektion dem Labor mitgeteilt werden (Personenschutz beachten! DIN 55515).
Für den Postversand müssen bezüglich der Verpackung die entsprechenden Richtlinien berücksichtigt werden.
Untersuchungsmaterial | Versand, Transportmedium | Temperatur | Methode der Wahl |
|---|---|---|---|
Blut für Blutkulturen | direkte Beimpfung | RT | Kultur, (PCR) |
Katheterspitzen | in sterilem Gefäß | 4° C | Kultur |
Liquor | nativ, Kultur ansetzen ≤2 h | RT | Kultur, PCR |
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Unterer Respirationstrakt | |||
Sputum auf Bakterien | nativ | RT | Kultur, (PCR) |
Sputum auf Mykobakterien | nativ | 4° C | Kultur, PCR |
Bronchial- / Trachealsekret / BAL | nativ | RT | Kultur, PCR |
Rachenspülwasser | nativ | RT | Kultur, PCR |
Aspirate aus der Trachea | anaerobes TM | RT | Kultur |
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Oberer Respirationstrakt 1 | |||
Aspirate aus Nebenhöhlen | anaerobes TM | RT | Kultur |
Material aus Nasopharynx | aerobes TM | RT | Kultur, PCR |
Innenohrabstriche | aerobes TM | RT | Kultur |
Abstriche bei Otitis externa | aerobes TM | 4° C | Kultur |
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Augen | |||
Bindehautabstriche | aerobes TM | RT | Kultur |
Augenkammerwasser | direkte Beimpfung | RT | Kultur |
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Urogenitaltrakt | |||
Urin | nativ | 4° C | Kultur |
Dialysat | nativ | 4° C | Kultur |
Material aus Genitaltrakt | aerobes TM | RT | Kultur |
Intraoperatives Material |
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Intraoperative Materialien | anaerobes TM | RT | Kultur |
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Gastrointestinaltrakt | |||
Stuhl z. Nachweis von: |
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Salmonellen, Shigellen, Campylobacter, Yersinien und anderen Bakterien | nativ | RT | Kultur |
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Sterile Kompartimente | |||
Synovialflüssigkeit 2 | nativ | RT | Kultur, PCR |
Punktate 2 | anaerobes TM | RT | Kultur, PCR |
Biopsate | aerobes TM | RT | Kultur |
Gewebe | anaerobes TM | RT | Kultur |
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Verdacht auf Infektionen mit speziellen Erregern | |||
Nachweis von Bordetella spp. | aerobes TM | RT | PCR |
Nachweis von Corynebacterium | aerobes TM | RT | Kultur |
Nachweis von Neisseria spp. | aerobes Spezial-TM | RT | Kultur |
Nachweis von Aktinomyzeten | anaerobes TM | RT | Kultur |
Nachweis von Anaerobiern | anaerobes TM | RT | Kultur |
BAL = broncho-alveoläre Lavage, RT = Raumtemperatur, TM = Transportmedium
1 Bei längerem Transport (≥ 12 h oder über Nacht) sollte die Lagerung bei 4°C erfolgen, um ein Überwuchern der ätiologisch bedeutsamen Flora durch Keime der Normalflora zu verhindern. Allerdings besteht dadurch die Gefahr, dass empfindliche Keime absterben.
2 Bei längerem Transport empfiehlt sich das Einimpfen in Blutkulturflaschen.
Art des Materials | Gewinnung | Bemerkungen |
|---|---|---|
Bronchoalveoläre Lavage, | Mindestens 10 - 30 ml in steriles Gefäß auffangen | Das Bronchoskop darf nicht mit Leitungswasser kontaminiert werden, da dieses nicht tuberkulöse Mykobakterien enthalten kann. |
Sputum | Morgensputum, 5 - 10 ml in sterile weitlumige Einmalbehälter an drei aufeinanderfolgenden Tagen. | Personal bzw. Eltern müssen genau über die Sputumgewinnung instruiert sein. |
Bronchialsekret | 2 - 5 ml | |
Magensaft (bei Kindern) | 20 - 30 ml in steriles Behältnis. Magensaft soll morgens unmittelbar nach dem Aufwachen gewonnen werden, um das im Schlaf verschluckte Sputum zu erhalten. | Die Probe muss vor der ersten Aufnahme von Flüssigkeit oder Nahrung entnommen werden. Man verwendet sterile NaCl-Lösung. Die Flüssigkeit muss in ein Gefäß mit einer neutralisierenden Menge von 100 mg Na-Carbonat oder 1 ml Trinatriumphosphat gegeben werden (vom Labor anfordern), damit die Mykobakterien überleben. |
Urin | So viel wie möglich (mindestens 30 ml) der ersten morgendlichen Miktion, Mittelstrahl-, Blasenpunktions- oder Katheterurin in steriles Gefäß auffangen. | An 3 aufeinanderfolgenden Tagen gewinnen. Zu anderen Zeiten als nach der Nachtruhe gewonnene Urinproben sind nicht optimal. |
Liquor, andere Punktate
Pleurapunktat | Mindestens 5 ml in steriles Röhrchen auffangen; für die PCR zusätzlich 5 ml 10 – 30 ml | Es sollte soviel Liquor wie möglich dem Labor übergeben werden. Die Mindestmenge von 5 ml ist unbedingt einzuhalten, um ein falsch negatives Ergebnis zu vermeiden! |
Gewebe, Biopsate | Wenn möglich 1g in steriles Gefäß ohne Fixier- oder Konservierungsmittel geben. | Verkäsende Anteile bevorzugen, nicht in NaCl-Lösung geben! |
Blut | Es sollten 5 - 10 ml-Röhrchen mit Na-Polyanetholsulfat oder Isolator-Röhrchen verwendet werden. Das Blut kann direkt in ein für diesen Zweck geeignetes Gefäß mit flüssigem Nährboden gegeben werden. | heparinisiertes Blut oder Citrat-Blut sind auch akzeptabel. EDTA-Blut ist ungeeignet, da EDTA das Wachstum von Mykobakterien stark hemmt. |
Fragestellung Lokalisation | Erreger und Erregernachweis | Material und Materialgewinnung | Probengefäße und Probenmenge |
|---|---|---|---|
Harnwegsinfektionen, Cystitis, Pyelonephritis | Kulturell Aerobe und fakultativ anaerobe grampositive und gramnegative uropathogene Bakterien, Pilze. Auf Anforderung auch obligat anaerobe Bakterien, Myco-plasmen, Ureaplasmen und Trichomonaden | Mittelstrahlurin: (möglichst Morgenurin). Nach Reinigung des Orificium urethrae erste Portion ablaufen lassen, aus dem Strahl 10-20 ml in sterilem Gefäß auffangen. Bei Verwendung von Eintauchnährböden Nährbödenträger eintauchen (keinen Harn im Trägergefäß belassen!) Katheterurin: Erste Portion verwerfen! Dauerkatheter: Entnahme durch Punktion einer gut desinfizierten Stelle im oberen Katheterteil mittels steriler Kanüle. Nicht aus dem Auffangbeutel entnehmen! Blasenpunktat: Bei Harn für schnellsten Transport ins Labor sorgen. Wartezeiten zwischen Entnahme und Transport sollten durch Kühlschrank-Lagerung überbrückt werden. | Ca. 10-20 ml Harn in sterilen Harnbechern Bei Urinproben ohne Stabilisator sollte eine Transportzeit ins Labor von 2-4 Stunden nicht überschritten werden. |
tiefe Atemwege | Mikroskopisch und kulturell aerobe und ggf. anaerobe pathogene Bakterien, Sproß- und Fadenpilze, Legionellen, Mycoplasmen, Pneumocystis carinii (direkter IFT). | Sputum, Bronchial-, Trachealsekret, Bronchial-Lavage. Möglichst Mund vorher mit frischem Leitungs-wasser mehrmals spülen (evtl. Zahnprothese entfernen). | Sputumröhrchen |
oberer Respirationstrakt: Tonsillen-, Rachen- und Zungenabstrich | Mikroskopisch und kulturell aerobe pathogene Bakterien, Pilze. | Abstrich | Sterile Watteträger in Transport-medium. |
Keuchhusten | PCR | Rachenabstrich | Sterile Watteträger ohne Transportmedium |
Gehörgangsabstrich, Mittelohr- und Nebenhöhlensekrete | Mikroskopisch und kulturell, aerobe und anaerobe pathogene Bakterien, Sproßpilze und Fadenpilze. | Abstrich | Normale oder dünne sterile Watte-träger in Transportmedium. |
Meningitis | Mikroskopisch und kulturell aerobe und anaerobe pathogene Bakterien, Pilze. | Liquor | Mindestens 2 ml Liquor in sterilem Probenröhrchen, Lagerung bei Raumtemperatur. Bei Lagerung > 2 Std. zusätzlich eine Liquorprobe in eine aerobe Blutkultur-Flasche geben, Lage-rung bei Raumtemperatur. |
Augen-, Bindehaut- Erkrankungen | Mikroskopisch und kulturell aerobe und ggf. anaerobe pathogene Bakterien, Pilze.
Herpes simplex-Virus : PCR Adeno – Viren : PCR | Tränenflüssigkeit, Eiter | Steriler Watteträger in Transportmedium. Steriler Watteträger ohne Transportmedium |
Wundinfektionen | Mikroskopisch und kulturell aerobe und anaerobe pathogene Bakterien, Pilze. | Nach Möglichkeit keine Abstriche. Besser: Wundsekret, Eiterflüssigkeit, Gewebeproben oder Fibrinbeläge. | Port-A-Cul-Röhrchen oder Amies-Transportmedium. |
Infektionen des Urogenitalbereichs | Mikroskopisch und kulturell aerobe und ggf. anaerobe pathogene Bakterien, Gardnerella, Neisseria gonorrhoeae, Sproßpilze, Chlamydien, Mycoplasmen, Ureaplasmen. | Sekret, Eiter, Fluor
GO-Antigen-Nachweis: Nach tel. Rücksprache mit dem Labor. Spezielles Abstrich-Besteck anfordern! | Normaler oder dünner steriler Watteträger in Transportmedium. Für GO-Kultur Transportmedium mit Kohlezusatz anfordern. Bei zusätzlicher Untersuchung von Mycoplasmen zweiten Abstrich mitschicken, Chlamydien ent- weder im speziellen Transport-medium (EIA) oder auf Spezial-objektträger (IFT). |
Gelenkpunktat | Mikroskopisch und kulturell aerobe und anaerobe pathogene Bakterien, Pilze. | Punktat | Steriles Probenröhrchen, bei Lagerung > 6 Std. zusätzlich auf Transportmedium; ggf. zusätzliche Beimpfung einer aeroben Blutkultur-Flasche. |
Blutkultur: Sepsis, Bakteriämie, Endocarditis | Kulturell aerobe und anaerobe pathogene Bakterien, Pilze | Venenblut, Arterienblut | Blutkulturflaschen nach Vorschrift befüllen, bis zum Transport ins Labor bei Zimmertemperatur aufbewahren. Unbedingt Datum und Uhrzeit der Blutentnahme auf der BK-Flasche und dem Begleitschein vermerken. |
Venenkatheter-Infektion
| Kulturell aerobe und anaerobe pathogene Bakterien, Pilze | Venenkatheterspitzen und Blutkultur | Steriles Probenröhrchen, ggf. Port-A-Cul oder Amies-Transportmedium |
Gastrointestinale Infektion | Kulturell Salmonellen, Shigellen, Yersinien, Campylobacter, enteropathogene E. coli, EHEC, Staphylokoccus aureus, Pilze, Clostridium difficile Toxin A und B, Adeno- Rotavirus, Norovirus und Astrovirus | Stuhlprobe, evtl. Mehrfachuntersuchungen an drei aufeinanderfolgenden Tagen. Kurzfristige Probenlagerung im Kühlschrank (4-8°C). | Stuhlröhrchen mit Spatel zur Entnahme von 1-3 kirschkern-großen Proben.
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Intestinale Parasitose | Wurmidentifizierung. Mikroskopischer Nachweis direkt und nach MIF-Anreicherung. Wurmeier, Amöbencysten, Amöben-antigen (EIA), Kryptosporidien (EIA), Lambliencysten (EIA) und Microsporidien. | Wurm oder Wurmteile. Zur optimalen Diagnostik von Oxyureneiern: Analfilm morgens paraanal aufkleben, entfernen und auf Objektträger kleben. Stuhlproben: | Spezial-Röhrchen Stuhlröhrchen mit Spatel 1-2 kirschkerngroße Stuhlproben unbedingt je eine erbsgroße Probe einsenden. |
Galle Duodenalsaft | Mikroskopisch und kulturell aerobe und anaerobe pathogene Bakterien, Lamblien | Gallenblasenpunktat Duodenalsonde | Steriles Probengefäß ggf. Port-A-Cul oder Amies-Transportmedium. |
Bordetella pertussis (Keuchhusten) | PCR | Rachenabstrich | Sterile Watteträger ohne Transportmedium |
Mycobakterien Tbc | Mikroskopisch und kulturell typische und atypische Mycobakterien | Sputum, Bronchialsekret, Magensaft, Morgenurin (jeweils 3x), Eiter, Liquor und andere Punktate, Menstrualblut, Stuhl, Gewebe | Sterile Probengefäße
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Dermatophyten | Mikroskopisch und kulturell Trichophyten, Mikrosporidien, Epidermo-phyten | Hautschuppen, Haare, Nagelspäne, Nägel | Sterile Probengefäße
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Schimmelpilze | Mikroskopisch und kulturell
| Sputum, Bronchialsekret, Abstrich Ohr, Nasen-Nebenhöhle, Hautschuppen | Sterile Probengefäße, Amies-Transportröhrchen |
Sproßpilze | Mikroskopisch und kulturell
| Sputum, Bronchial-, Trachialsekret, Rachen-, Nasen-, Ohr-, Zungen-, Vaginal-, Urethral-abstrich, Harn, Stuhl, Eiter | Sterile Probengefäße oder Amies-Transportmedium |
Dimorphe Pilze | Kulturell Blastomyces, Coccidioides, Histoplasma | Sputum, Bronchial-, Trachialsekret, Hautmaterial, Eiter | Sterile Probengefäße oder Amies-Transportmedium |
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Parasiten |
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Acanthamoeba | Mikroskopisch | Liquor, Konjunktivalabstrich | Sterile Probengefäße |
Bilharziose | Schistosoma haematobium Schistosoma mansoni / japonicum | Harn gewonnen zwischen 12-14 Uhr nach körperlicher Belastung. | 10-20 ml Harngefäß
Stuhlröhrchen mit Spatel |
Entamoeba histolytica | Cystennachweis nach MIF-Anreicherung oder ELISA | Stuhl | Stuhlröhrchen mit Spatel 1-2 kirschkerngroße Proben |
Cryptosporidien | ELISA | Stuhl | Stuhlröhrchen (ca. 2 g bzw. Kirschkerngroße Stuhlprobe) |
Lamblien | ELISA | Stuhl | Stuhlröhrchen (ca. 2 g bzw. Kirschkerngroße Stuhlprobe) |
Leishmanien | Mikroskopisch im Blut, Biopsie (Knochenmark, Milz, Lymphknoten) | EDTA-Blut oder Biopsat | EDTA-Röhrchen oder steriles Probengefäß |
Microsporidien | Mikroskopisch | Stuhl | Stuhlröhrchen (ca. 2 g bzw. Kirschkerngroße Stuhlprobe) |
Pneumocystis carinii | Mikroskopisch (IFT) | Bronchiallavage ggf. provoziertes Sputum | Geeignetes Probengefäß, Sputum-Röhrchen |
Wurmeier | Mikroskpisch nach MIF-Anreicherung | Stuhl | Stuhlröhrchen (ca. 2 g bzw. Kirschkerngroße Stuhlprobe) |
Würmer | Makroskopisch | Wurm oder Proglottiden | Geeignetes Gefäß |
